TUNEL染色是检测细胞凋亡染色的常见方法，其原理是细胞在发生凋亡时，会激活一些DNA内切酶，这些内切酶会切断核小体间的基因组DNA。细胞凋亡时抽提DNA进行电泳检测，可以发现180~200bp的DNA ladder。基因组DNA断裂时，暴露的3'-OH可以在末端脱氧核苷酸转移酶(Terminal Deoxynucleotidyl Transferase, TdT) 的催化下加上荧光素、生物素标记的dUTP，从而可以通过荧光显微镜或化学显色方法检测细胞凋亡的情况。

1.组织脱水：梯度酒精对组织进行脱水处理，75%酒精(4h)-85%酒精(2h)-90%酒精(1.5h)-95%酒精(1h)-无水乙醇I(0.5h)-无水乙醇Ⅱ(0.5h)；

2.组织透明：组织块经酒精脱水后必须经过透明。透明剂（二甲苯）能同时与脱水剂和石蜡混合，它取代了脱水剂后，石蜡便能顺利地渗入组织，无水乙醇：二甲苯(1:1)(10min)-二甲苯Ⅰ(10min)-二甲苯Ⅱ(10min);

3.浸蜡：透明后的组织块依次经3缸石蜡（60℃）进行浸蜡，石蜡Ⅰ(60℃)(1h)-石蜡Ⅱ(60℃)(1h)-石蜡Ⅲ(60℃)(1h);

以上3个实验步骤都在生物组织脱水机里面完成（机器自动程序）

4.包埋：包埋是使浸透蜡的组织块包裹在石蜡块中。包埋用蜡的温度应略高于浸蜡温度，保证组织块与包埋石蜡完全融为一体。

5.切片和烤片：包埋好的蜡块使用徕卡病理切片机进行切片，切好的组织片放入40℃的水浴锅中进行摊片，防脱玻片倾斜着插入水面去捞取切片，使切片贴附在载玻片的合适位置，于60℃ 烤箱烤片3个小时即可。

6.切片脱蜡：将石蜡切片依次放入二甲苯Ⅰ(20min)-二甲苯Ⅱ(20min)-二甲苯Ⅲ(20min)-无水乙醇Ⅰ(5min)-无水乙醇Ⅱ(5min)-95%酒精(5min)-90%酒精(5min)-80%酒精(5min)-70%酒精(5min)，然后蒸馏水浸洗5min。

7.用去离子水轻轻润洗切片，并用滤纸小心吸干玻片上样本周围多余的液体。用油性笔在组织周围描绘组织分布的轮廓，便于下游透性处理和平衡标记操作。在实验过程中，切勿让组织干燥，处理好的样本放在湿盒中保持样本的湿润。

8.按1:100的比例，用去离子水作为稀释液来稀释2mg/ml的Proteinase K溶液,使其终浓度为20μg/ml。每个样本上滴加100μl浓度为20μg/ml的Proteinase K溶液，使其被全部覆盖，室温孵育20min。

9.用去离子水溶液润洗样本，轻轻去掉多余液体，并用滤纸小心吸干载玻片上样本周围的液体。处理后的样本放在湿盒中保存样本的湿润。

10. 按1:5的比例用去离子水稀释5×Equilibration Buffer。每个样本滴加100μl 1×Equilibration Buffer使其全部覆盖待检样本区域，室温孵育15分钟。在平衡细胞的同时在冰上解冻BrightRed Labeling Mix，并且依照表1，准备足够量的用于所有实验的和可选阳性对照反应的TdT孵育缓冲液。

准备用于实验的和可选阳性对照反应的TdT孵育缓冲液

11.在平衡后的区域周围用吸水纸洗掉100μl 1×Equilibration Buffer中的大部分，然后在组织上加入TdT孵育缓冲液，不要让组织干片。把塑料盖玻片盖在组织上以保证试剂的平均分布，在湿盒的底部放上用水浸湿的纸巾。将载玻片置于湿盒内，在37℃孵育60min。然后用PBS洗涤3次，每次5min 。

12.复染核：滴加DAPI避光孵育5min，对标本进行染核，PBST 5min×4次洗去多余的DAPI。

13.用吸水纸擦干切片上的液体，用含抗荧光淬灭剂的封片液封片，然后在荧光显微镜下观察采集图像